Insegnamento BIOLOGIA APPLICATA ALL'INGEGNERIZZAZIONE CELLULARE

Nome del corso	Biotecnologie molecolari e industriali
Codice insegnamento	A005463
Curriculum	Comune a tutti i curricula
Docente responsabile	Maria Laura Belladonna
Docenti	Maria Laura Belladonna
Ore	57 ore - Maria Laura Belladonna
CFU	6
Regolamento	Coorte 2025
Erogato	Erogato nel 2026/27
Attività	Affine/integrativa
Ambito	Attività formative affini o integrative
Settore	BIO/13
Tipo insegnamento	Obbligatorio (Required)
Tipo attività	Attività formativa monodisciplinare
Lingua insegnamento	Inglese
Contenuti	Biologia dell'infezione e risposta immunitaria. Produzione e caratterizzazione di anticorpi policlonali e monoclonali. Tecnologie PCR e progettazione di primer. Produzione di proteine ricombinanti e genome editing. Morte cellulare programmata. Cancro e applicazioni biotecnologiche. Laboratorio: clonaggio di un costrutto genico e sua espressione in cellule eucariotiche.
Testi di riferimento	Testo principale: Alberts et al., Biologia Molecolare della Cellula, Zanichelli, ultima edizione. Testi di approfondimento: Freshney R.I., Culture of Animal Cells. A Manual of Basic Technique and Specialized Applications, Wiley. Materiale didattico e articoli scientifici forniti dal docente.
Obiettivi formativi	L’insegnamento di Biologia Applicata all’Ingegnerizzazione Cellulare fa parte dell’area degli insegnamenti che trattano lo studio dei sistemi cellulari e molecolari e delle loro applicazioni biotecnologiche. Esso esamina i principali meccanismi cellulari coinvolti nelle interazioni ospite-patogeno, nella risposta immunitaria, nella morte cellulare programmata e nello sviluppo tumorale, integrandoli con metodologie avanzate di biologia molecolare e cellulare utilizzate nell’ingegnerizzazione cellulare. Particolare attenzione sarà dedicata alla produzione e caratterizzazione di anticorpi policlonali e monoclonali, alla progettazione di antigeni peptidici, alla tecnologia degli ibridomi, alla progettazione di primer per PCR, alle strategie di produzione di proteine ricombinanti e alle applicazioni del genome editing mediante sistemi CRISPR/Cas9. La parte sperimentale del corso consentirà allo studente di applicare metodologie di biologia molecolare e cellulare attraverso attività di laboratorio dedicate alla progettazione e al clonaggio di costrutti genici, alla manipolazione di colture cellulari e all’analisi strutturale e funzionale delle proteine espresse. L'obiettivo principale dell’insegnamento è che lo studente acquisisca una visione integrata dei meccanismi biologici che regolano il comportamento cellulare e delle principali tecnologie utilizzate per modificarlo e studiarlo. L’obiettivo della parte sperimentale è quello di far acquisire competenze pratiche nell’utilizzo delle metodologie di laboratorio più comunemente impiegate nell’ingegnerizzazione cellulare. Le principali conoscenze acquisite saranno relative a: principi della biologia cellulare dell’infezione e della risposta immunitaria; produzione di anticorpi policlonali e monoclonali; progettazione di primer e applicazioni delle tecnologie PCR; sistemi di espressione e produzione di proteine ricombinanti; genome editing mediante CRISPR/Cas9; meccanismi molecolari della morte cellulare programmata e dello sviluppo tumorale; metodologie di clonaggio genico, trasfezione cellulare e caratterizzazione funzionale delle proteine. Le principali abilità saranno: interpretare il comportamento dei sistemi cellulari in risposta a stimoli biologici e molecolari; progettare strategie sperimentali per l’amplificazione e l’analisi di geni; comprendere le principali metodologie per la produzione di anticorpi e proteine ricombinanti; valutare criticamente le applicazioni delle tecnologie di ingegnerizzazione cellulare; selezionare gli approcci sperimentali più idonei allo studio delle funzioni cellulari e molecolari.
Prerequisiti	Per seguire efficacemente e comprendere gli argomenti trattati nel corso di Biologia Applicata all’Ingegnerizzazione Cellulare è indispensabile per lo studente possedere le nozioni generali di biologia cellulare e molecolare normalmente acquisite durante corsi di laurea triennale biologici e/o biotecnologici.
Metodi didattici	Lezioni frontali in aula e attività pratiche in laboratorio didattico. Le lezioni saranno svolte con l'ausilio di presentazioni PowerPoint e di esempi tratti dalla letteratura scientifica. Copie pdf delle presentazioni e dei protocolli di laboratorio saranno rese disponibili agli studenti sulla piattaforma Unistudium.
Altre informazioni	Il docente riceve gli studenti previo appuntamento da richiedere via e-mail. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o Disturbi Specifici dell'Apprendimento visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa
Modalità di verifica dell'apprendimento	L’esame prevede una prova orale della durata non superiore a 30 minuti, finalizzata ad accertare il livello di conoscenza e la capacità di comprensione raggiunta dallo studente e la capacità di collegamento ed integrazione delle conoscenze. La prova orale consentirà anche di valutare la capacità espositiva e la proprietà di linguaggio dello studente in materia di biologia cellulare, relativamente agli argomenti trattati durante le lezioni frontali e durante il laboratorio didattico. L'esame sarà tenuto alla fine del corso nelle date previste dal calendario degli esami. La valutazione sarà in trentesimi (minimo: 18/30; massimo: 30/30 e lode). Non sono previste verifiche intermedie. Gli studenti con DSA potranno frazionare il programma d'esame in due parti (la prima relativa alle lezioni frontali, la seconda relativa alle lezioni pratiche di laboratorio) e sostenere la prova d'esame per le due parti in date di appello distinte, ma consecutive.
Programma esteso	Biologia dell'infezione e risposta immunitaria: principi della biologia cellulare dell'infezione; interazioni ospite-patogeno; microbiota umano e omeostasi; meccanismi cellulari e molecolari dell'immunità innata e adattativa; presentazione dell'antigene; molecole MHC; linfociti T e B; memoria e tolleranza immunologica. Produzione di anticorpi: struttura e funzione delle immunoglobuline; antigeni ed epitopi; progettazione di peptidi antigenici; strategie di immunizzazione animale; produzione di anticorpi policlonali; tecnologia degli ibridomi per la produzione di anticorpi monoclonali; selezione e caratterizzazione dei cloni; utilizzo degli anticorpi nella caratterizzazione fenotipica e funzionale delle cellule; anticorpi ricombinanti e loro applicazioni biotecnologiche e terapeutiche. Tecnologie PCR, progettazione di primer e strumenti bioinformatici: principi della PCR; criteri di progettazione dei primer; temperatura di melting, contenuto in GC e strutture secondarie; PCR convenzionale, RT-PCR e qPCR; utilizzo di banche dati biologiche e strumenti bioinformatici per l’analisi di geni e sequenze nucleotidiche. Produzione di proteine ricombinanti: vettori di espressione, sistemi procariotici ed eucariotici, espressione e caratterizzazione di proteine ricombinanti. Genome editing: principi dei sistemi CRISPR/Cas9; progettazione di guide RNA; strategie di knock-out e knock-in; applicazioni biotecnologiche e terapeutiche dell’editing genomico; aspetti di specificità, off-target e strategie di delivery. Morte cellulare: meccanismi molecolari dell’apoptosi; vie estrinseca e intrinseca; caspasi; regolazione dell’apoptosi mediante proteine della famiglia Bcl-2 e IAP; cenni a necroptosi, piroptosi e ferroptosi. Cancro: meccanismi molecolari dello sviluppo e della progressione tumorale; oncogeni e geni oncosoppressori; Ras, Rb e p53; instabilità genomica; biomarcatori molecolari; principi della medicina di precisione; anticorpi monoclonali terapeutici, immunoterapia antitumorale e cellule geneticamente modificate per applicazioni terapeutiche. Laboratorio: progettazione e clonaggio di un costrutto genico in un vettore d’espressione, manipolazione di colture cellulari (cellule eucariotiche di linea), estrazione di RNA e amplificazione genica (PCR), analisi elettroforetica su gel d’agarosio, purificazione di DNA (inserto genico da clonare), trasformazione batterica, colony PCR, purificazione di DNA plasmidico da una coltura batterica, trasfezione in cellule eucariotiche, analisi strutturale e funzionale della proteina espressa (analisi proteica via Western Blotting e analisi dell’attività catalitica via HPLC), validazione della proteina espressa come target farmacologico.
Obiettivi Agenda 2030 per lo sviluppo sostenibile	Salute e benessere (Goal 3); Imprese, innovazione e infrastrutture (Goal 9); Vita sulla Terra (Goal 15).